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La plupart des études métaboliques chez la souris sont réalisées à température ambiante. Or, dans ces conditions, contrairement à l'homme, les souris dépensent beaucoup d'énergie pour maintenir leur température interne. Nous décrivons ici le poids normal et l'obésité induite par l'alimentation (OIA) chez des souris C57BL/6J nourries respectivement avec un régime standard ou un régime riche en graisses (45 %). Les souris ont été placées pendant 33 jours à 22, 25, 27,5 et 30 °C dans un système de calorimétrie indirecte. Nous montrons que la dépense énergétique augmente linéairement de 30 °C à 22 °C et est environ 30 % plus élevée à 22 °C chez les deux modèles murins. Chez les souris de poids normal, la prise alimentaire compense la dépense énergétique. En revanche, les souris OIA ne diminuent pas leur prise alimentaire lorsque leur dépense énergétique diminue. Ainsi, à la fin de l'étude, les souris maintenues à 30 °C présentaient un poids corporel, une masse grasse et des taux plasmatiques de glycérol et de triglycérides supérieurs à ceux des souris maintenues à 22 °C. Ce déséquilibre chez les souris OIA pourrait être dû à une augmentation des comportements alimentaires motivés par le plaisir.
La souris est le modèle animal le plus couramment utilisé pour l'étude de la physiologie et de la physiopathologie humaines, et elle est souvent l'animal de référence lors des premières étapes de la découverte et du développement de médicaments. Cependant, les souris diffèrent des humains sur plusieurs points physiologiques importants, et bien que l'extrapolation allométrique puisse être utilisée dans une certaine mesure pour transposer les résultats à l'homme, les différences majeures entre les deux animaux résident dans la thermorégulation et l'homéostasie énergétique. Ceci met en évidence une incohérence fondamentale. La masse corporelle moyenne des souris adultes est au moins mille fois inférieure à celle des humains (50 g contre 50 kg), et le rapport surface/masse diffère d'un facteur 400 environ en raison de la transformation géométrique non linéaire décrite par Mee (équation 2). Par conséquent, les souris perdent beaucoup plus de chaleur par rapport à leur volume, ce qui les rend plus sensibles à la température, plus sujettes à l'hypothermie et leur confère un métabolisme basal moyen dix fois supérieur à celui des humains. À température ambiante standard (environ 22 °C), les souris doivent augmenter leur dépense énergétique totale d'environ 30 % pour maintenir leur température corporelle centrale. À des températures plus basses, la dépense énergétique (DE) augmente encore davantage, d'environ 50 % à 15 °C et de 100 % à 7 °C, comparativement à la DE à 22 °C. Ainsi, les conditions d'élevage standard induisent une réponse au stress thermique, ce qui pourrait compromettre la transposition des résultats obtenus chez la souris à l'homme. En effet, dans les sociétés modernes, les humains passent la majeure partie de leur temps dans des conditions de neutralité thermique (leur faible rapport surface/volume les rendant moins sensibles à la température, du fait de la création d'une zone de neutralité thermique (ZNT) autour d'eux). La DE supérieure au métabolisme basal s'étend d'environ 19 à 30 °C⁶, tandis que chez la souris, elle se situe dans une plage plus étroite, de seulement 2 à 4 °C⁷,⁸. De fait, cet aspect important a fait l'objet d'une attention considérable ces dernières années⁴,⁷,⁸,⁹,¹⁰,¹¹,¹² et il a été suggéré que certaines différences interspécifiques pourraient être atténuées en augmentant la température de la coquille⁹. Cependant, il n'existe pas de consensus sur la plage de températures constituant la neutralité thermique chez la souris. Ainsi, la question de savoir si la température critique inférieure dans la zone de neutralité thermique chez les souris à un seul genou est plus proche de 25 °C ou de 30 °C4, 7, 8, 10, 12 reste controversée. L'évaluation de la dépense énergétique (DE) et d'autres paramètres métaboliques étant limitée à quelques heures ou jours, l'impact d'une exposition prolongée à différentes températures sur des paramètres tels que le poids corporel, la consommation d'énergie, l'utilisation des substrats, la tolérance au glucose, les concentrations plasmatiques de lipides et de glucose, ainsi que les hormones régulatrices de l'appétit, demeure incertain. De plus, des recherches supplémentaires sont nécessaires pour déterminer dans quelle mesure l'alimentation peut influencer ces paramètres (les souris obèses induites par l'alimentation (DIO) soumises à un régime riche en graisses pourraient être davantage orientées vers une alimentation hédonique). Afin d'apporter des informations complémentaires sur ce sujet, nous avons examiné l'effet de la température d'élevage sur les paramètres métaboliques susmentionnés chez des souris mâles adultes de poids normal et des souris mâles DIO soumises à un régime riche en graisses (45 %). Les souris ont été maintenues à 22, 25, 27,5 ou 30 °C pendant au moins trois semaines. Les températures inférieures à 22 °C n'ont pas été étudiées car les conditions d'élevage standard des animaux sont rarement inférieures à la température ambiante. Nous avons constaté que les souris DIO de poids normal et les souris DIO mono-cerclées réagissaient de manière similaire aux variations de température de leur enclos en termes de dépense énergétique (DE), indépendamment des conditions de l'enclos (avec ou sans abri/matériel de nidification). Cependant, alors que les souris de poids normal ajustaient leur consommation alimentaire en fonction de leur DE, la consommation alimentaire des souris DIO était largement indépendante de celle-ci, ce qui entraînait une prise de poids plus importante. D'après les données relatives au poids corporel, les concentrations plasmatiques de lipides et de corps cétoniques ont montré que les souris DIO à 30 °C présentaient un bilan énergétique plus positif que celles à 22 °C. Les raisons sous-jacentes aux différences de bilan énergétique et de DE entre les souris de poids normal et les souris DIO nécessitent des études complémentaires, mais pourraient être liées à des modifications physiopathologiques chez les souris DIO et à l'effet d'une alimentation basée sur le plaisir, conséquence d'un régime alimentaire induisant l'obésité.
La dépense énergétique (DE) a augmenté linéairement de 30 à 22 °C et était environ 30 % plus élevée à 22 °C qu'à 30 °C (Fig. 1a, b). Le quotient respiratoire (QR) était indépendant de la température (Fig. 1c, d). La consommation alimentaire était cohérente avec la dynamique de la DE et augmentait avec la diminution de la température (également environ 30 % plus élevée à 22 °C qu'à 30 °C (Fig. 1e, f)). La consommation d'eau, le volume et le niveau d'activité ne dépendaient pas de la température (Fig. 1g).
Des souris mâles (C57BL/6J, âgées de 20 semaines, logées individuellement, n=7) ont été maintenues dans des cages métaboliques à 22 °C pendant une semaine avant le début de l'étude. Deux jours après le recueil des données initiales, la température a été augmentée par paliers de 2 °C à 6 h (début de la phase lumineuse). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard à la moyenne, et la phase obscure (18 h – 6 h) est représentée par un rectangle gris. a Dépense énergétique (kcal/h), b Dépense énergétique totale à différentes températures (kcal/24 h), c Taux d'échange respiratoire (VCO₂/VO₂ : 0,7–1,0), d RER moyen en phases lumineuse et obscure (VCO₂/VO₂) (la valeur zéro est définie comme 0,7). e) consommation alimentaire cumulée (g), f) consommation alimentaire totale sur 24 h, g) consommation d'eau totale sur 24 h (ml), h) consommation d'eau totale sur 24 h, i) niveau d'activité cumulé (m) et j) niveau d'activité total (m/24 h). Les souris ont été maintenues à la température indiquée pendant 48 heures. Les données présentées pour 24, 26, 28 et 30 °C correspondent aux dernières 24 heures de chaque cycle. Les souris ont été nourries tout au long de l'étude. La significativité statistique a été testée par une analyse de variance à un facteur (ANOVA) avec mesures répétées, suivie du test de comparaisons multiples de Tukey. Les astérisques indiquent une significativité pour la valeur initiale de 22 °C, et les zones grisées indiquent une significativité entre les autres groupes. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Les valeurs moyennes ont été calculées pour toute la période expérimentale (0-192 heures). n = 7.
Comme chez les souris de poids normal, la dépense énergétique (DE) augmentait linéairement avec la diminution de la température. Dans ce cas, la DE était également environ 30 % plus élevée à 22 °C qu'à 30 °C (Fig. 2a, b). Le quotient respiratoire (QR) restait inchangé aux différentes températures (Fig. 2c, d). Contrairement aux souris de poids normal, la consommation alimentaire n'était pas corrélée à la DE en fonction de la température ambiante. La consommation alimentaire, la consommation d'eau et le niveau d'activité étaient indépendants de la température (Fig. 2e–j).
Des souris mâles DIO (C57BL/6J, âgées de 20 semaines) ont été logées individuellement dans des cages métaboliques à 22 °C pendant une semaine avant le début de l'étude. Elles avaient accès à un régime hyperlipidique (45 % de HFD) à volonté. Après deux jours d'acclimatation, les données de base ont été recueillies. La température a ensuite été augmentée par paliers de 2 °C tous les deux jours à 6 h (début de la phase lumineuse). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard à la moyenne, et la phase obscure (18 h – 6 h) est représentée par un rectangle gris. a) Dépense énergétique (kcal/h), b) Dépense énergétique totale à différentes températures (kcal/24 h), c) Taux d'échange respiratoire (VCO₂/VO₂ : 0,7–1,0), d) RER moyen en phases lumineuse et obscure (VCO₂/VO₂) (la valeur zéro est définie comme 0,7). e) consommation alimentaire cumulée (g), f) consommation alimentaire totale sur 24 h, g) consommation d'eau totale sur 24 h (ml), h) consommation d'eau totale sur 24 h, i) niveau d'activité cumulé (m) et j) niveau d'activité total (m/24 h). Les souris ont été maintenues à la température indiquée pendant 48 heures. Les données présentées pour 24, 26, 28 et 30 °C correspondent aux dernières 24 heures de chaque cycle. Les souris ont été maintenues sous un régime hyperlipidique à 45 % jusqu'à la fin de l'étude. La significativité statistique a été testée par une analyse de variance à un facteur (ANOVA) avec mesures répétées, suivie du test de comparaisons multiples de Tukey. Les astérisques indiquent une significativité pour la valeur initiale de 22 °C, et les zones grisées indiquent une significativité entre les autres groupes. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Les valeurs moyennes ont été calculées pour toute la période expérimentale (0-192 heures). n = 7.
Dans une autre série d'expériences, nous avons examiné l'effet de la température ambiante sur les mêmes paramètres, mais cette fois-ci chez des groupes de souris maintenus à une température constante. Les souris ont été réparties en quatre groupes afin de minimiser les variations statistiques de la moyenne et de l'écart type du poids corporel, de la masse grasse et du poids corporel normal (Fig. 3a–c). Après 7 jours d'acclimatation, la dépense énergétique (DE) a été enregistrée pendant 4,5 jours. La DE est significativement affectée par la température ambiante, aussi bien le jour que la nuit (Fig. 3d), et augmente linéairement lorsque la température diminue de 27,5 °C à 22 °C (Fig. 3e). Comparé aux autres groupes, le quotient respiratoire (QR) du groupe à 25 °C était légèrement réduit, tandis qu'aucune différence n'a été observée entre les autres groupes (Fig. 3f,g). La consommation alimentaire, parallèle à la DE, a augmenté d'environ 30 % à 22 °C par rapport à 30 °C (Fig. 3h,i). La consommation d'eau et les niveaux d'activité n'ont pas différé significativement entre les groupes (Fig. 3j,k). L'exposition à différentes températures pendant une durée allant jusqu'à 33 jours n'a pas entraîné de différences de poids corporel, de masse maigre et de masse grasse entre les groupes (Fig. 3n-s), mais a induit une diminution de la masse maigre d'environ 15 % par rapport aux valeurs autodéclarées (Fig. 3n-s). La masse grasse a quant à elle plus que doublé (passant d'environ 1 g à 2-3 g, Fig. 3c, t, c). Malheureusement, l'enceinte à 30 °C présente des erreurs de calibration et ne permet pas d'obtenir des données précises sur la dépense énergétique (DE) et le quotient respiratoire (QR).
- Poids corporel (a), masse maigre (b) et masse grasse (c) après 8 jours (un jour avant le transfert dans le système SABLE). d Consommation énergétique (kcal/h). e Consommation énergétique moyenne (0–108 heures) à différentes températures (kcal/24 heures). f QR (VCO2/VO2). g QR moyen (VCO2/VO2). h Apport alimentaire total (g). i Apport alimentaire moyen (g/24 heures). j Consommation hydrique totale (ml). k Consommation hydrique moyenne (ml/24 h). l Niveau d'activité cumulé (m). m Niveau d'activité moyen (m/24 h). n Poids corporel au 18e jour, o Variation du poids corporel (du -8e au 18e jour), p Masse maigre au 18e jour, q Variation de la masse maigre (du -8e au 18e jour), r Masse grasse au 18e jour et variation de la masse grasse (du -8e au 18e jour). La signification statistique des mesures répétées a été testée par une ANOVA à un facteur suivie du test de comparaisons multiples de Tukey. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard de la moyenne. La phase obscure (18h00-06h00) est représentée par des rectangles gris. Les points sur les histogrammes représentent les souris individuelles. Les valeurs moyennes ont été calculées sur l'ensemble de la période expérimentale (0-108 heures). n = 7.
Les souris présentaient un poids corporel, une masse maigre et une masse grasse comparables à l'inclusion (Fig. 4a–c) et ont été maintenues à 22, 25, 27,5 et 30 °C, comme dans les études réalisées avec des souris de poids normal. La comparaison des groupes de souris a révélé une relation linéaire similaire entre la dépense énergétique (DE) et la température au cours du temps chez les mêmes souris. Ainsi, les souris maintenues à 22 °C ont consommé environ 30 % d'énergie en plus que celles maintenues à 30 °C (Fig. 4d, e). Chez les animaux, la température n'a pas toujours influencé le quotient respiratoire (QR) (Fig. 4f, g). La consommation alimentaire et hydrique, ainsi que l'activité, n'ont pas été significativement affectées par la température (Fig. 4h–m). Après 33 jours d'élevage, les souris maintenues à 30 °C présentaient un poids corporel significativement supérieur à celui des souris maintenues à 22 °C (Fig. 4n). Comparativement à leurs valeurs de référence respectives, les souris élevées à 30 °C présentaient un poids corporel significativement plus élevé que celles élevées à 22 °C (moyenne ± erreur standard de la moyenne : Fig. 4o). Cette prise de poids relativement plus importante était due à une augmentation de la masse grasse (Fig. 4p, q) plutôt qu’à une augmentation de la masse maigre (Fig. 4r, s). En accord avec la valeur plus faible de la dépense énergétique (DE) à 30 °C, l’expression de plusieurs gènes du tissu adipeux brun (TAB) qui augmentent la fonction/l’activité de ce tissu était réduite à 30 °C par rapport à 22 °C : Adra1a, Adrb3 et Prdm16. D’autres gènes clés qui augmentent également la fonction/l’activité du TAB n’étaient pas affectés : Sema3a (régulation de la croissance des neurites), Tfam (biogenèse mitochondriale), Adrb1, Adra2a, Pck1 (gluconéogenèse) et Cpt1a. Étonnamment, les taux d'Ucp1 et de Vegf-a, associés à une activité thermogénique accrue, n'ont pas diminué dans le groupe à 30 °C. En fait, les taux d'Ucp1 chez trois souris étaient supérieurs à ceux du groupe à 22 °C, et les taux de Vegf-a et d'Adrb2 étaient significativement plus élevés. Comparées au groupe à 22 °C, les souris maintenues à 25 °C et 27,5 °C n'ont présenté aucune modification (Figure supplémentaire 1).
- Poids corporel (a), masse maigre (b) et masse grasse (c) après 9 jours (un jour avant le transfert dans le système SABLE). d Consommation énergétique (DE, kcal/h). e Consommation énergétique moyenne (0–96 heures) à différentes températures (kcal/24 heures). f Quotient respiratoire (QR, VCO2/VO2). g QR moyen (VCO2/VO2). h Apport alimentaire total (g). i Apport alimentaire moyen (g/24 heures). j Consommation hydrique totale (ml). k Consommation hydrique moyenne (ml/24 h). l Niveau d'activité cumulé (m). m Niveau d'activité moyen (m/24 h). n Poids corporel au jour 23 (g). o Variation du poids corporel. p Masse maigre. q Variation de la masse maigre (g) au jour 23 par rapport au jour 9. q Variation de la masse grasse (g) au jour 23 par rapport au jour 8. q Masse grasse (g) au jour 23 par rapport au jour 8. La signification statistique des mesures répétées a été testée par une ANOVA à un facteur suivie du test de comparaisons multiples de Tukey. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard de la moyenne. La phase obscure (18h00-06h00) est représentée par des rectangles gris. Les points sur les histogrammes représentent les souris individuelles. Les valeurs moyennes ont été calculées sur l'ensemble de la période expérimentale (0-96 heures). n = 7.
Comme les humains, les souris créent souvent des microenvironnements pour limiter les pertes de chaleur. Afin de quantifier l'importance de cet environnement pour la dépense énergétique (DE), nous l'avons évaluée à 22, 25, 27,5 et 30 °C, avec ou sans protections en cuir et matériaux de nidification. À 22 °C, l'ajout de peaux standard réduit la DE d'environ 4 %. L'ajout ultérieur de matériaux de nidification la réduit de 3 à 4 % (Fig. 5a, b). L'ajout de maisons ou de peaux et de litière n'a entraîné aucune modification significative du quotient respiratoire (QR), de la consommation alimentaire ou hydrique, ni du niveau d'activité (Fig. 5i–p). L'ajout de peaux et de matériaux de nidification a également réduit significativement la DE à 25 et 30 °C, mais de façon moins marquée. À 27,5 °C, aucune différence n'a été observée. Il est à noter que, dans ces expériences, la DE diminue avec l'augmentation de la température, atteignant ici une réduction d'environ 57 % par rapport à la DE à 22 °C (Fig. 5c–h). La même analyse a été réalisée uniquement pour la phase lumineuse, où l'EE était plus proche du taux métabolique basal, puisque dans ce cas les souris se reposaient principalement dans la peau, ce qui entraînait des tailles d'effet comparables à différentes températures (Fig. supplémentaire 2a–h).
Données relatives aux souris vivant dans un abri avec matériaux de nidification (bleu foncé), dans leur logement sans matériaux de nidification (bleu clair) et dans leur logement avec matériaux de nidification (orange). Consommation énergétique (EE, kcal/h) pour les pièces a, c, e et g à 22, 25, 27,5 et 30 °C ; b, d, f et h représentent la EE moyenne (kcal/h). Données relatives aux souris maintenues à 22 °C : i fréquence respiratoire (RER, VCO₂/VO₂), j RER moyen (VCO₂/VO₂), k consommation alimentaire cumulée (g), l consommation alimentaire moyenne (g/24 h), m consommation d'eau totale (mL), n aire sous la courbe (AUC) de la consommation d'eau moyenne (mL/24 h), o activité totale (m), p niveau d'activité moyen (m/24 h). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard de la moyenne. La phase nocturne (18h00-06h00) est représentée par des cases grises. Les points sur les histogrammes représentent les souris individuelles. La signification statistique des mesures répétées a été testée par une ANOVA à un facteur suivie du test de comparaisons multiples de Tukey. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Les valeurs moyennes ont été calculées pour toute la période expérimentale (0-72 heures). n = 7.
Chez des souris de poids normal (à jeun depuis 2 à 3 heures), l'élevage à différentes températures n'a pas entraîné de différences significatives des concentrations plasmatiques de triglycérides (TG), de 3-hydroxybutyrate (3-HB), de cholestérol, d'alanine aminotransférase (ALT) et d'aspartate aminotransférase (AST), mais une différence significative a été observée pour le HDL en fonction de la température (figures 6a à 6e). Les concentrations plasmatiques à jeun de leptine, d'insuline, de peptide C et de glucagon étaient également similaires entre les groupes (figures 6g à 6j). Le jour du test de tolérance au glucose (après 31 jours à différentes températures), la glycémie basale (à jeun depuis 5 à 6 heures) était d'environ 6,5 mM, sans différence significative entre les groupes. L'administration de glucose par voie orale a augmenté significativement les concentrations de glucose sanguin dans tous les groupes, mais la concentration maximale et l'aire sous la courbe incrémentale (iAUC) (15–120 min) étaient inférieures dans le groupe de souris hébergées à 30 °C (points temporels individuels : P < 0,05–P < 0,0001, Fig. 6k, l) par rapport aux souris hébergées à 22, 25 et 27,5 °C (qui ne différaient pas entre elles). L'administration de glucose par voie orale a augmenté significativement les concentrations de glucose sanguin dans tous les groupes, mais la concentration maximale et l'aire sous la courbe incrémentale (iAUC) (15–120 min) étaient inférieures dans le groupe de souris hébergées à 30 °C (points temporels individuels : P < 0,05–P < 0,0001, Fig. 6k, l) par rapport aux souris hébergées à 22, 25 et 27,5 °C (qui ne différaient pas entre elles). Il est normal que les boissons soient concentrées dans les groupes de tous les groupes, mais ce n'est pas pour rien qu'elles sont concentrées. planifiez la préparation des croquettes (iAUC) (15 à 120 minutes) à l'intérieur du groupe de cuisine, à une température de 30 °C (heures normales : P < 0,05–P < 0,0001, рис 6k, l) Lors du nettoyage de la peau, la température doit être comprise entre 22, 25 et 27,5 ° C (ce qui ne peut pas être fait à votre place). L'administration orale de glucose a augmenté de manière significative les concentrations de glucose sanguin dans tous les groupes, mais la concentration maximale et l'aire sous la courbe incrémentale (iAUC) (15–120 min) étaient inférieures dans le groupe de souris à 30 °C (points temporels distincts : P < 0,05–P < 0,0001, Fig. 6k, l) par rapport aux souris maintenues à 22, 25 et 27,5 °C (qui ne différaient pas les unes des autres).Température ambiante inférieure à 30 °C L'ASC (iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点：P < 0,05–P < 0,0001，图6k，l）与饲养在22、25 Température ambiante : 27,5°C.口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中 ,浓度 和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点 点：P < 0,05–P < 0,0001，图6k，l）与饲养在22、25和27.5°C 的小鼠（彼此之间没有差异）相比。L'administration orale de glucose a augmenté de manière significative les concentrations de glucose sanguin dans tous les groupes, mais la concentration maximale et l'aire sous la courbe (iAUC) (15–120 min) étaient inférieures dans le groupe de souris nourries à 30°C (tous les points temporels).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, Fig.6l, l) par rapport aux souris maintenues à 22, 25 et 27,5°C (aucune différence entre elles).
Les concentrations plasmatiques de triglycérides (TG), de 3-hydroxybutyrate (3-HB), de cholestérol, de HDL, d'ALT, d'AST, d'acides gras libres (AGL), de glycérol, de leptine, d'insuline, de peptide C et de glucagon sont présentées chez des souris mâles adultes DIO(al) après 33 jours d'alimentation à la température indiquée. Les souris n'ont pas été nourries 2 à 3 heures avant le prélèvement sanguin. Une exception a été faite : un test de tolérance au glucose par voie orale, réalisé deux jours avant la fin de l'étude chez des souris à jeun depuis 5 à 6 heures et maintenues à la température appropriée pendant 31 jours. Les souris ont reçu une dose de glucose de 2 g/kg de poids corporel. L'aire sous la courbe (AUC) est exprimée en données incrémentales (AUCi). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard à la moyenne (SEM). Les points représentent des échantillons individuels. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Chez les souris DIO (également à jeun depuis 2 à 3 heures), les concentrations plasmatiques de cholestérol, de HDL, d'ALT, d'AST et d'AGL ne différaient pas entre les groupes. Les concentrations de TG et de glycérol étaient significativement plus élevées dans le groupe à 30 °C que dans le groupe à 22 °C (figures 7a à 7h). En revanche, la concentration de 3-GB était environ 25 % plus faible à 30 °C qu'à 22 °C (figure 7b). Ainsi, bien que les souris maintenues à 22 °C présentent un bilan énergétique globalement positif, comme le suggère la prise de poids, les différences de concentrations plasmatiques de TG, de glycérol et de 3-HB indiquent que les souris à 22 °C au moment du prélèvement présentaient un bilan énergétique inférieur à celui des souris élevées à 30 °C. Les souris élevées à 30 °C se trouvaient dans un état énergétique relativement plus négatif. Conformément à cela, les concentrations hépatiques de glycérol et de TG extractibles, mais pas celles de glycogène et de cholestérol, étaient plus élevées dans le groupe à 30 °C (figure supplémentaire 3a à 3d). Afin de déterminer si les différences de lipolyse liées à la température (mesurées par les triglycérides plasmatiques et le glycérol) résultent de modifications internes des tissus adipeux épididymaires ou inguinaux, nous avons extrait le tissu adipeux de ces dépôts à la fin de l'étude et quantifié ex vivo les acides gras libres et la libération de glycérol. Dans tous les groupes expérimentaux, les échantillons de tissu adipeux épididymaires et inguinaux ont montré une augmentation d'au moins deux fois la production de glycérol et d'acides gras libres en réponse à la stimulation par l'isoprotérénol (Fig. S4a–d). Cependant, aucun effet de la température de la coquille sur la lipolyse basale ou stimulée par l'isoprotérénol n'a été observé. Conformément à un poids corporel et une masse grasse plus élevés, les taux plasmatiques de leptine étaient significativement plus élevés dans le groupe à 30 °C que dans le groupe à 22 °C (Figure 7i). Au contraire, les concentrations plasmatiques d'insuline et de peptide C ne différaient pas entre les groupes de température (Fig. 7k, k), mais la concentration plasmatique de glucagon était dépendante de la température. Dans ce cas, elle était presque deux fois plus élevée dans le groupe témoin (à 22 °C) que dans le groupe C (Fig. 7l). La concentration de FGF21 ne différait pas entre les différents groupes de température (Fig. 7m). Le jour du test de tolérance au glucose par voie orale (OGTT), la glycémie basale était d'environ 10 mM et ne différait pas entre les souris maintenues à différentes températures (Fig. 7n). L'administration orale de glucose a augmenté la glycémie et a atteint un pic d'environ 18 mM dans tous les groupes, 15 minutes après l'administration. Aucune différence significative n'a été observée pour l'aire sous la courbe (ASC) (15–120 min) ni pour les concentrations aux différents temps suivant l'administration (15, 30, 60, 90 et 120 min) (Fig. 7n, o).
Les concentrations plasmatiques de triglycérides (TG), de 3-hydroxybutyrate (3-HB), de cholestérol, de HDL, d'ALT, d'AST, d'acides gras libres (AGL), de glycérol, de leptine, d'insuline, de peptide C, de glucagon et de FGF21 ont été mesurées chez des souris mâles adultes DIO (ao) après 33 jours d'alimentation à température contrôlée. Les souris n'ont pas été nourries 2 à 3 heures avant le prélèvement sanguin. Le test de tolérance au glucose par voie orale a fait exception : il a été réalisé à une dose de 2 g/kg de poids corporel deux jours avant la fin de l'étude chez des souris à jeun depuis 5 à 6 heures et maintenues à la température appropriée pendant 31 jours. L'aire sous la courbe (AUC) est présentée sous forme de données incrémentales (AUCi). Les données sont exprimées en moyenne ± erreur standard à la moyenne (SEM). Les points représentent des échantillons individuels. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
La transposabilité des données obtenues chez les rongeurs à l'homme est une question complexe qui joue un rôle central dans l'interprétation de l'importance des observations dans le contexte de la recherche physiologique et pharmacologique. Pour des raisons économiques et afin de faciliter la recherche, les souris sont souvent maintenues à température ambiante, en dessous de leur zone de neutralité thermique. Ceci entraîne l'activation de divers systèmes physiologiques compensatoires qui augmentent le métabolisme et peuvent potentiellement nuire à la transposabilité des résultats9. Ainsi, l'exposition des souris au froid peut les rendre résistantes à l'obésité induite par l'alimentation et prévenir l'hyperglycémie chez les rats traités à la streptozotocine grâce à une augmentation du transport du glucose non insulinodépendant. Cependant, on ignore dans quelle mesure une exposition prolongée à différentes températures pertinentes (de la température ambiante à la zone de neutralité thermique) affecte l'homéostasie énergétique des souris de poids normal (sous alimentation normale) et des souris obèses (sous régime hyperlipidique), ainsi que leurs paramètres métaboliques. De même, on ignore dans quelle mesure elles sont capables de compenser une augmentation de la dépense énergétique par une augmentation de l'apport alimentaire. L'étude présentée dans cet article vise à apporter des éclaircissements sur ce sujet.
Nous montrons que chez les souris adultes de poids normal et les souris mâles DIO, la dépense énergétique (DE) est inversement proportionnelle à la température ambiante entre 22 et 30 °C. Ainsi, la DE à 22 °C était environ 30 % plus élevée qu'à 30 °C dans les deux modèles murins. Cependant, une différence importante entre les souris de poids normal et les souris DIO réside dans le fait que, tandis que les souris de poids normal compensaient leur DE à des températures plus basses en ajustant leur consommation alimentaire, celle des souris DIO variait à différents niveaux. Les températures d'étude étaient similaires. Après un mois, les souris DIO maintenues à 30 °C ont pris plus de poids et de masse grasse que les souris maintenues à 22 °C, alors que chez les humains normaux maintenus à la même température et pendant la même durée, aucune fièvre n'a été observée. Comparée à des températures proches de la neutralité thermique ou à la température ambiante, la croissance à température ambiante a entraîné une prise de poids relativement moindre chez les souris DIO ou de poids normal soumises à un régime riche en graisses, mais pas chez les souris de poids normal. Soutenu par d’autres études17,18,19,20,21 mais pas par toutes22,23.
L'hypothèse est que la capacité à créer un microenvironnement réduisant les pertes de chaleur déplace la neutralité thermique vers la gauche8, 12. Dans notre étude, l'ajout de matériaux de nidification et d'abris a réduit la dépense énergétique (DE) sans toutefois atteindre la neutralité thermique jusqu'à 28 °C. Nos données ne confirment donc pas que le seuil inférieur de thermoneutralité chez les souris adultes à un seul genou, avec ou sans habitat enrichi, se situe entre 26 et 28 °C comme démontré8, 12, mais elles corroborent d'autres études montrant une thermoneutralité à des températures de 30 °C chez les souris présentant ce seuil inférieur7, 10, 24. De plus, il a été démontré que le seuil de thermoneutralité chez la souris n'est pas constant au cours de la journée : il est plus bas pendant la phase de repos (lumière), probablement en raison d'une production calorique réduite liée à l'activité et à la thermogenèse induite par l'alimentation. Ainsi, pendant la phase lumineuse, le seuil inférieur de thermoneutralité se situe autour de 29 °C, et pendant la phase obscure, autour de 33 °C25.
En définitive, la relation entre la température ambiante et la consommation énergétique totale est déterminée par la dissipation de chaleur. Dans ce contexte, le rapport surface/volume est un déterminant important de la sensibilité thermique, influençant à la fois la dissipation (surface) et la production (volume) de chaleur. Outre la surface, le transfert de chaleur est également déterminé par l'isolation (taux de transfert thermique). Chez l'humain, la masse grasse peut réduire les pertes de chaleur en créant une barrière isolante autour de l'enveloppe corporelle. Il a été suggéré que la masse grasse joue également un rôle important dans l'isolation thermique chez la souris, abaissant le point de neutralité thermique et réduisant la sensibilité à la température en dessous de ce point (pente de la courbe). Notre étude n'a pas été conçue pour évaluer directement cette relation potentielle, car les données de composition corporelle ont été recueillies 9 jours avant celles de dépense énergétique et la masse grasse n'était pas stable tout au long de l'étude. Cependant, étant donné que les souris de poids normal et les souris DIO présentent une dépense énergétique inférieure de 30 % à 30 °C qu'à 22 °C, malgré une masse grasse au moins cinq fois supérieure, nos données ne confirment pas que l'obésité constitue un facteur d'isolation de base, du moins pas dans la plage de températures étudiée. Ceci concorde avec d'autres études mieux conçues pour explorer cette question4,24. Dans ces études, l'effet isolant de l'obésité était faible, mais la fourrure assurait 30 à 50 % de l'isolation thermique totale4,24. Cependant, chez les souris mortes, la conductivité thermique augmentait d'environ 450 % immédiatement après le décès, suggérant que l'effet isolant de la fourrure est nécessaire au bon fonctionnement des mécanismes physiologiques, notamment la vasoconstriction. Outre les différences interspécifiques de fourrure entre les souris et les humains, le faible effet isolant de l'obésité chez les souris pourrait également être influencé par les considérations suivantes : le facteur isolant de la masse grasse humaine est principalement lié à la masse de graisse sous-cutanée (épaisseur)26,27. Chez les rongeurs, cette masse représente généralement moins de 20 % de la masse grasse totale28. De plus, la masse grasse totale pourrait ne pas être un indicateur optimal de l'isolation thermique d'un individu, car il a été avancé que l'amélioration de l'isolation thermique est compensée par l'augmentation inévitable de la surface corporelle (et donc des pertes de chaleur) avec l'augmentation de la masse grasse.
Chez les souris de poids normal, les concentrations plasmatiques à jeun de triglycérides (TG), de 3-hydroxybutyrate (3-HB), de cholestérol, de HDL, d'ALT et d'AST sont restées stables à différentes températures pendant près de 5 semaines, probablement en raison d'un bilan énergétique stable. Leur poids et leur composition corporelle étaient identiques à ceux observés en fin d'étude. Conformément à la similarité de la masse grasse, aucune différence n'a été constatée au niveau des taux plasmatiques de leptine, d'insuline à jeun, de peptide C et de glucagon. Des signaux supplémentaires ont été observés chez les souris obèses. Bien que les souris élevées à 22 °C n'aient pas présenté de bilan énergétique négatif global (puisqu'elles ont pris du poids), elles présentaient, en fin d'étude, un déficit énergétique relativement plus important que les souris élevées à 30 °C, notamment en raison d'une production élevée de corps cétoniques (3-GB) et d'une diminution des concentrations plasmatiques de glycérol et de TG. Cependant, les différences de lipolyse liées à la température ne semblent pas résulter de modifications intrinsèques des graisses épididymaires ou inguinales, telles que des variations d'expression de la lipase sensible aux adipohormones, puisque les concentrations d'acides gras libres (AGL) et de glycérol libérés par les graisses extraites de ces dépôts sont similaires entre les groupes de température. Bien que nous n'ayons pas étudié le tonus sympathique dans cette étude, d'autres travaux ont montré qu'il est linéairement corrélé à la température ambiante chez la souris (d'après la fréquence cardiaque et la pression artérielle moyenne) et qu'il est approximativement plus faible à 30 °C qu'à 22 °C. Ainsi, les différences de tonus sympathique liées à la température pourraient jouer un rôle dans la lipolyse observée dans notre étude. Toutefois, comme une augmentation du tonus sympathique stimule la lipolyse au lieu de l'inhiber, d'autres mécanismes pourraient compenser cette diminution chez les souris en culture. Rôle potentiel dans la dégradation des graisses corporelles. Température ambiante. De plus, une partie de l'effet stimulant du tonus sympathique sur la lipolyse est indirectement médiée par une forte inhibition de la sécrétion d'insuline, soulignant l'effet d'une supplémentation interrompant la sécrétion d'insuline sur la lipolyse30. Cependant, dans notre étude, l'insulinémie à jeun et le tonus sympathique (peptide C) à différentes températures n'ont pas suffi à modifier la lipolyse. Nous avons plutôt constaté que les différences de statut énergétique étaient très probablement le principal facteur contribuant aux différences observées chez les souris DIO. Les mécanismes sous-jacents à une meilleure régulation de la prise alimentaire avec l'EE chez les souris de poids normal nécessitent des études complémentaires. De manière générale, la prise alimentaire est contrôlée par des signaux homéostatiques et hédoniques31,32,33. Bien que l'importance relative de ces deux signaux fasse débat31,32,33, il est bien établi qu'une consommation prolongée d'aliments riches en graisses induit un comportement alimentaire davantage axé sur le plaisir, en partie déconnecté de l'homéostasie. Par conséquent, l'augmentation du comportement alimentaire hédonique chez les souris DIO traitées avec un régime riche en graisses à 45 % pourrait expliquer en partie le déséquilibre entre leur apport alimentaire et leur dépense énergétique. Il est intéressant de noter que des différences d'appétit et de taux d'hormones régulatrices de la glycémie ont également été observées chez les souris DIO maintenues à température contrôlée, contrairement aux souris de poids normal. Chez les souris DIO, les taux plasmatiques de leptine augmentaient avec la température, tandis que ceux de glucagon diminuaient. L'influence directe de la température sur ces différences mérite d'être étudiée plus en détail. Cependant, dans le cas de la leptine, le bilan énergétique négatif relatif, et donc la masse grasse plus faible chez les souris à 22 °C, ont certainement joué un rôle important, la masse grasse et la leptine plasmatique étant fortement corrélées37. L'interprétation du signal du glucagon est plus complexe. Comme pour l'insuline, la sécrétion de glucagon était fortement inhibée par une augmentation du tonus sympathique, or le tonus sympathique le plus élevé était attendu dans le groupe à 22 °C, qui présentait également les concentrations plasmatiques de glucagon les plus élevées. L'insuline est un autre régulateur important du glucagon plasmatique, et l'insulinorésistance ainsi que le diabète de type 2 sont fortement associés à une hyperglucagonémie à jeun et postprandiale38,39. Cependant, les souris DIO de notre étude étaient également insensibles à l'insuline ; ce facteur ne peut donc pas expliquer l'augmentation de la signalisation du glucagon observée dans le groupe à 22 °C. La teneur en graisse hépatique est également associée positivement à une augmentation de la concentration plasmatique de glucagon, dont les mécanismes pourraient inclure une résistance hépatique au glucagon, une diminution de la production d'urée, une augmentation des concentrations d'acides aminés circulants et une augmentation de la sécrétion de glucagon stimulée par les acides aminés40,41,42. Toutefois, comme les concentrations extractibles de glycérol et de triglycérides (TG) ne différaient pas entre les groupes de température dans notre étude, ce facteur ne peut pas non plus expliquer l'augmentation des concentrations plasmatiques observée dans le groupe à 22 °C. La triiodothyronine (T3) joue un rôle crucial dans le métabolisme global et l'initiation des mécanismes de défense métabolique contre l'hypothermie43,44. Ainsi, la concentration plasmatique de T3, possiblement régulée par des mécanismes centraux45,46, augmente chez la souris et chez l'humain dans des conditions inférieures à la neutralité thermique47, bien que l'augmentation soit plus faible chez l'humain, ce qui prédispose davantage la souris à ce phénomène. Ceci est cohérent avec les pertes de chaleur vers l'environnement. Nous n'avons pas mesuré les concentrations plasmatiques de T3 dans cette étude, mais elles étaient probablement plus faibles dans le groupe à 30 °C, ce qui pourrait expliquer l'effet observé dans ce groupe sur les taux plasmatiques de glucagon. En effet, nous avons montré (figure 5a mise à jour) et d'autres équipes que la T3 augmente le glucagon plasmatique de manière dose-dépendante. Il a été rapporté que les hormones thyroïdiennes induisent l'expression de FGF21 dans le foie. À l'instar du glucagon, les concentrations plasmatiques de FGF21 augmentent également avec les concentrations plasmatiques de T3 (figure supplémentaire 5b et réf. 48), mais contrairement au glucagon, les concentrations plasmatiques de FGF21 dans notre étude n'ont pas été affectées par la température. Les raisons sous-jacentes de cette divergence nécessitent des études supplémentaires, mais l'induction de FGF21 par la T3 devrait se produire à des niveaux d'exposition à la T3 plus élevés que la réponse au glucagon induite par la T3 observée (Fig. supplémentaire 5b).
Il a été démontré qu'un régime riche en graisses (HFD) est fortement associé à une intolérance au glucose et à une résistance à l'insuline (marqueurs) chez les souris élevées à 22 °C. Cependant, ce régime n'était associé ni à une intolérance au glucose ni à une résistance à l'insuline chez les souris élevées dans un environnement thermoneutre (défini ici comme étant à 28 °C)19. Dans notre étude, cette relation n'a pas été reproduite chez les souris DIO, mais les souris de poids normal maintenues à 30 °C présentaient une amélioration significative de leur tolérance au glucose. La raison de cette différence nécessite des études complémentaires, mais pourrait être influencée par le fait que les souris DIO de notre étude étaient résistantes à l'insuline, avec des concentrations plasmatiques de peptide C et d'insuline à jeun 12 à 20 fois supérieures à celles des souris de poids normal, et des concentrations de glucose sanguin à jeun d'environ 10 mM (environ 6 mM chez les souris de poids normal), ce qui semble limiter les effets bénéfiques potentiels d'une exposition à des conditions thermoneutres sur l'amélioration de la tolérance au glucose. Un facteur de confusion possible est que, pour des raisons pratiques, le test de tolérance au glucose par voie orale (OGTT) est réalisé à température ambiante. Ainsi, les souris maintenues à des températures plus élevées ont subi un léger choc thermique, susceptible d'affecter l'absorption/l'élimination du glucose. Cependant, compte tenu des concentrations de glucose sanguin à jeun similaires dans les différents groupes de température, les variations de température ambiante n'ont probablement pas eu d'incidence significative sur les résultats.
Comme mentionné précédemment, il a récemment été souligné qu'une augmentation de la température ambiante pourrait atténuer certaines réactions au stress thermique dû au froid, ce qui pourrait remettre en question la transposition des données obtenues chez la souris à l'homme. Cependant, la température optimale pour maintenir les souris dans des conditions physiologiques similaires à celles de l'homme reste incertaine. La réponse à cette question peut également dépendre du domaine d'étude et du critère d'évaluation principal. À titre d'exemple, on peut citer l'effet de l'alimentation sur l'accumulation de graisse dans le foie, la tolérance au glucose et la résistance à l'insuline19. En termes de dépense énergétique, certains chercheurs estiment que la température de neutralité thermique est optimale pour l'élevage, car l'homme a besoin de peu d'énergie supplémentaire pour maintenir sa température corporelle centrale. Ils définissent une température de 30 °C pour les souris adultes7,10. D'autres chercheurs estiment qu'une température comparable à celle que l'homme subit généralement avec des souris adultes placées sur un genou se situe entre 23 et 25 °C. Ils ont constaté que la température de neutralité thermique se situe entre 26 et 28 °C, soit environ 3 °C de moins que chez l'homme. Leur température critique inférieure, définie ici à 23 °C, est donc légèrement inférieure8,12. Notre étude concorde avec plusieurs autres études indiquant que la neutralité thermique n'est pas atteinte entre 26 et 28 °C4, 7, 10, 11, 24, 25, suggérant que la plage de 23 à 25 °C est trop basse. Un autre facteur important à considérer concernant la température ambiante et la neutralité thermique chez la souris est le mode d'hébergement (individuel ou en groupe). Lorsque les souris étaient hébergées en groupe plutôt qu'individuellement, comme dans notre étude, leur sensibilité à la température était réduite, probablement en raison de la promiscuité. Cependant, la température ambiante restait inférieure au seuil de neutralité thermique (SNT) de 25 °C même avec trois groupes. La différence interspécifique la plus importante à cet égard réside peut-être dans l'importance quantitative de l'activité du tissu adipeux brun (TAB) comme mécanisme de défense contre l'hypothermie. Ainsi, alors que les souris compensent largement leur perte calorique plus importante par une augmentation de l'activité du TAB, qui représente plus de 60 % de la dépense énergétique (DE) à 5 °C51, 52, la contribution de l'activité du TAB à la DE chez l'humain est significativement plus élevée, bien que beaucoup plus faible. Par conséquent, la réduction de l'activité du TAB pourrait constituer une piste importante pour améliorer la transposition de ces résultats à l'humain. La régulation de l'activité du tissu adipeux brun (BAT) est complexe, mais elle est souvent médiée par les effets combinés de la stimulation adrénergique, des hormones thyroïdiennes et de l'expression d'UCP114,54,55,56,57. Nos données indiquent que la température doit être élevée au-dessus de 27,5 °C par rapport à celle des souris maintenues à 22 °C afin de détecter des différences d'expression des gènes du BAT responsables de sa fonction/activation. Cependant, les différences observées entre les groupes à 30 et 22 °C n'ont pas toujours indiqué une augmentation de l'activité du BAT dans le groupe à 22 °C, car l'expression d'Ucp1, d'Adrb2 et de Vegf-a y était diminuée. La cause de ces résultats inattendus reste à déterminer. Il est possible que leur expression accrue ne reflète pas un signal lié à l'élévation de la température ambiante, mais plutôt un effet aigu du passage de 30 °C à 22 °C le jour du prélèvement (les souris ont subi ce changement 5 à 10 minutes avant le décollage).
Une limitation générale de notre étude réside dans le fait que nous n'avons étudié que des souris mâles. D'autres recherches suggèrent que le sexe pourrait être un facteur important dans nos principales indications, car les souris femelles à un seul genou sont plus sensibles à la température en raison d'une conductivité thermique plus élevée et du maintien d'une température corporelle centrale mieux régulée. De plus, les souris femelles (soumises à un régime riche en graisses) ont montré une plus forte corrélation entre l'apport énergétique et la dépense énergétique à 30 °C que les souris mâles ayant consommé davantage de nourriture de même sexe (à 20 °C dans ce cas)20. Ainsi, chez les souris femelles, l'effet de la teneur en nutriments subthermonetrales est plus important, mais suit le même schéma que chez les souris mâles. Dans notre étude, nous nous sommes concentrés sur les souris mâles à un seul genou, car ce sont les conditions dans lesquelles la plupart des études métaboliques examinant la dépense énergétique sont menées. Une autre limitation de notre étude est que les souris ont suivi le même régime alimentaire tout au long de l'étude, ce qui a empêché d'étudier l'importance de la température ambiante pour la flexibilité métabolique (mesurée par les variations du quotient respiratoire (QR) en fonction des variations de la composition en macronutriments du régime alimentaire) chez les souris femelles et mâles maintenues à 20 °C, comparativement aux souris correspondantes maintenues à 30 °C.
En conclusion, notre étude montre que, comme dans d'autres études, les souris de poids normal (phase 1) présentent une thermoneutralité supérieure à 27,5 °C. De plus, notre étude montre que l'obésité n'est pas un facteur d'isolation majeur chez les souris de poids normal ou obèses (DIO), ce qui explique les rapports température/dépense énergétique (DE) similaires observés chez les souris DIO et les souris de poids normal. Alors que la consommation alimentaire des souris de poids normal était cohérente avec leur DE, maintenant ainsi un poids corporel stable sur toute la gamme de températures, la consommation alimentaire des souris DIO était identique à différentes températures, ce qui explique la proportion plus élevée de souris ayant pris du poids à 30 °C. À 22 °C, les souris ont pris plus de poids. Globalement, des études systématiques examinant l'importance potentielle du maintien de températures inférieures à la thermoneutralité sont justifiées en raison de la faible tolérance souvent observée entre les études chez la souris et chez l'humain. Par exemple, dans les études sur l'obésité, une explication partielle de la moindre transposabilité des résultats pourrait être due au fait que les études sur la perte de poids chez la souris sont généralement réalisées sur des animaux modérément stressés par le froid et maintenus à température ambiante en raison de leur DE accrue. Une perte de poids exagérée par rapport au poids corporel attendu d'une personne, en particulier si le mécanisme d'action dépend d'une augmentation de la dépense énergétique par l'augmentation de l'activité de la BAP, qui est plus active et activée à température ambiante qu'à 30 °C.
Conformément à la loi danoise sur l’expérimentation animale (1987), aux National Institutes of Health (publication n° 85-23) et à la Convention européenne pour la protection des vertébrés utilisés à des fins expérimentales ou à d’autres fins scientifiques (Conseil de l’Europe n° 123, Strasbourg, 1985).
Des souris mâles C57BL/6J âgées de 20 semaines ont été obtenues auprès de Janvier Saint Berthevin Cedex, France. Elles ont reçu une alimentation standard (Altromin 1324) et de l'eau (environ 22 °C) à volonté, après un cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h, à température ambiante. Des souris mâles DIO (20 semaines) ont été obtenues auprès du même fournisseur et ont reçu une alimentation riche en lipides (45 % de lipides) (réf. D12451, Research Diet Inc., NJ, États-Unis) et de l'eau à volonté, dans des conditions d'élevage standard. Les souris ont été acclimatées à l'environnement une semaine avant le début de l'étude. Deux jours avant leur transfert dans le système de calorimétrie indirecte, les souris ont été pesées, soumises à une IRM (EchoMRITM, TX, États-Unis) et réparties en quatre groupes correspondant à leur poids corporel, leur masse grasse et leur poids normal.
La figure 8 présente un schéma du protocole expérimental. Les souris ont été transférées dans un système de calorimétrie indirecte clos et à température contrôlée (Sable Systems International, Nevada, États-Unis), équipé de dispositifs de surveillance de la qualité de l'eau et de l'alimentation, ainsi que d'un cadre Promethion BZ1 enregistrant l'activité par la mesure des interruptions de faisceau. Huit souris (n = 8) ont été logées individuellement à 22, 25, 27,5 ou 30 °C, avec de la litière mais sans abri ni matériel de nidification, sous un cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h (lumière : 6 h – 18 h). Un débit de 2 500 ml/min a été appliqué. Les souris ont été acclimatées pendant 7 jours avant l'enregistrement. Les enregistrements ont été effectués pendant quatre jours consécutifs. Ensuite, les souris ont été maintenues aux températures respectives de 25, 27,5 et 30 °C pendant 12 jours supplémentaires, après quoi les concentrés cellulaires ont été ajoutés comme décrit ci-dessous. Parallèlement, des groupes de souris maintenues à 22 °C ont été maintenus à cette température pendant deux jours supplémentaires (afin de recueillir de nouvelles données de référence). La température a ensuite été augmentée par paliers de 2 °C tous les deux jours, au début de la phase lumineuse (06h00), jusqu'à atteindre 30 °C. Après cela, la température a été abaissée à 22 °C et les données ont été recueillies pendant deux jours supplémentaires. Après ces deux jours d'enregistrement supplémentaires à 22 °C, des peaux ont été ajoutées à toutes les cellules, quelle que soit la température, et la collecte de données a débuté le deuxième jour (jour 17) et s'est poursuivie pendant trois jours. Ensuite (jour 20), du matériel de nidification (8 à 10 g) a été ajouté à toutes les cellules au début de la phase lumineuse (06h00) et les données ont été recueillies pendant trois jours supplémentaires. Ainsi, à la fin de l'étude, les souris maintenues à 22 °C l'ont été pendant 21 jours sur 33, et les 8 derniers jours à 22 °C, tandis que les souris des autres groupes ont été maintenues à cette température pendant 33 jours. Les souris ont été nourries pendant toute la durée de l'étude.
Des souris de poids normal et des souris DIO ont suivi le même protocole expérimental. Au jour -9, les souris ont été pesées, soumises à une IRM et réparties en groupes comparables en termes de poids et de composition corporelle. Au jour -7, elles ont été transférées dans un système de calorimétrie indirecte à température contrôlée et en circuit fermé (SABLE Systems International, Nevada, États-Unis). Les souris étaient logées individuellement sur de la litière, mais sans nid ni abri. La température était réglée à 22, 25, 27,5 ou 30 °C. Après une semaine d'acclimatation (du jour -7 au jour 0, les animaux n'ont pas été dérangés), les données ont été collectées pendant quatre jours consécutifs (jours 0 à 4, données présentées dans les figures 1, 2 et 5). Les souris maintenues à 25, 27,5 et 30 °C ont ensuite été maintenues dans ces conditions jusqu'au jour 17. Simultanément, la température du groupe à 22 °C a été augmentée par paliers de 2 °C tous les deux jours en ajustant le cycle de température (06h00) au début de l'exposition à la lumière (données présentées dans la figure 1). Le 15e jour, la température a été abaissée à 22 °C et les données ont été collectées pendant deux jours afin d'établir des valeurs de référence pour les traitements ultérieurs. Des peaux ont été ajoutées à toutes les souris le 17e jour et du matériel de nidification le 20e jour (figure 5). Le 23e jour, les souris ont été pesées et soumises à une IRM, puis laissées au repos pendant 24 heures. Le 24e jour, les souris ont été mises à jeun dès le début de la photopériode (06h00) et ont reçu un test de tolérance au glucose par voie orale (OGTT, 2 g/kg) à 12h00 (6 à 7 heures de jeûne). Les souris ont ensuite été replacées dans leurs conditions SABLE respectives et euthanasiées le lendemain (25e jour).
Les souris DIO (n = 8) ont suivi le même protocole que les souris de poids normal (comme décrit ci-dessus et dans la figure 8). Les souris ont maintenu un régime riche en graisses à 45 % pendant toute la durée de l'expérience de dépense énergétique.
La consommation d'oxygène (VO2), la consommation de dioxyde de carbone (VCO2) et la pression de vapeur d'eau ont été enregistrées à une fréquence de 1 Hz avec une constante de temps de cellule de 2,5 min. Les apports alimentaires et hydriques ont été mesurés par pesée continue (1 Hz) des récipients. Le capteur de qualité utilisé avait une résolution de 0,002 g. L'activité physique a été enregistrée à l'aide d'un capteur 3D XYZ. Les données ont été collectées à une fréquence de 240 Hz et enregistrées chaque seconde afin de quantifier la distance totale parcourue (m) avec une résolution spatiale de 0,25 cm. Le traitement des données a été effectué avec le logiciel Sable Systems Macro Interpreter v.2.41, permettant le calcul de la dépense énergétique (DE) et du quotient respiratoire (QR) et l'élimination des valeurs aberrantes (par exemple, les faux repas). Le logiciel est configuré pour générer des données pour tous les paramètres toutes les cinq minutes.
Outre son rôle dans la régulation de la dépense énergétique, la température ambiante pourrait également moduler d'autres aspects du métabolisme, notamment le métabolisme postprandial du glucose, en régulant la sécrétion d'hormones impliquées dans le métabolisme du glucose. Afin de tester cette hypothèse, nous avons finalement réalisé une étude sur la température corporelle en administrant à des souris de poids normal une charge orale de glucose (2 g/kg) induite par l'obésité. Les méthodes sont décrites en détail dans les documents complémentaires.
À la fin de l'étude (jour 25), les souris ont été mises à jeun pendant 2 à 3 heures (à partir de 6 h), anesthésiées à l'isoflurane et entièrement saignées par ponction veineuse rétro-orbitaire. La quantification des lipides plasmatiques, des hormones et des lipides hépatiques est décrite dans les documents supplémentaires.
Afin d'étudier si la température de la coquille induit des modifications intrinsèques du tissu adipeux affectant la lipolyse, les tissus adipeux inguinaux et épididymaires ont été prélevés directement chez des souris après la dernière phase de saignée. Les tissus ont été traités à l'aide du nouveau test de lipolyse ex vivo décrit dans les méthodes supplémentaires.
Le tissu adipeux brun (BAT) a été prélevé le jour de la fin de l'étude et traité comme décrit dans les méthodes supplémentaires.
Les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard à la moyenne (SEM). Les graphiques ont été créés avec GraphPad Prism 9 (La Jolla, CA) et les illustrations éditées avec Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA). La significativité statistique a été évaluée avec GraphPad Prism et testée par test t apparié, ANOVA à mesures répétées à un ou deux facteurs suivie du test de comparaisons multiples de Tukey, ou ANOVA à un facteur non apparié suivie du test de comparaisons multiples de Tukey, selon le cas. La distribution gaussienne des données a été validée par le test de normalité de D'Agostino-Pearson avant les analyses. La taille de l'échantillon est indiquée dans la section correspondante de la partie « Résultats », ainsi que dans la légende. Une répétition est définie comme toute mesure effectuée sur le même animal (in vivo ou sur un échantillon de tissu). Concernant la reproductibilité des données, une association entre la dépense énergétique et la température corporelle a été démontrée dans quatre études indépendantes réalisées sur différentes souris, selon un protocole expérimental similaire.
Les protocoles expérimentaux détaillés, les matériels et les données brutes sont disponibles sur demande auprès de l'auteur principal, Rune E. Kuhre. Cette étude n'a pas permis de générer de nouveaux réactifs uniques, de lignées animales/cellulaires transgéniques ni de données de séquençage.
Pour plus d'informations sur la méthodologie de l'étude, veuillez consulter le résumé du rapport de recherche de Nature lié à cet article.
L'ensemble des données est présenté sous forme de graphique. Les données 1 à 7 ont été déposées dans la base de données Science (numéro d'accès : 1253.11.sciencedb.02284 ou https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284). Les données présentées dans le document ESM pourront être transmises à Rune E Kuhre après vérification.
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Date de publication : 28 octobre 2022
